供硒浓度和时间、光温、pH值及不同阴离子对大豆叶片吸收硒酸盐的影响

���h�'��Z��-z���',J��y����v�N��m4�}t��i�~x��i��V���"http://www.0557szrx.com/k/cailiao/" target="_blank" class="keylink">材料与方法

1.1 大豆幼苗培养

选用大豆（Glycine max）豫豆22为试验材料。挑选籽粒饱满的种子用2%次氯酸钠消毒15 min，然后用蒸馏水反复冲洗干净，再浸泡12 h后移入湿砂中培养，待胚根长到3～4 cm时移入12 L方形容器中培養。容器上方为12孔聚乙烯塑料培植板，每孔植入大豆幼苗3株。大豆幼苗移入容器前剪去主根根尖以促进侧根形成和生长。先用1/2浓度的霍格兰营养液培养，3 d后换为全量营养液。每天向营养液通气2 h。培养光强为300 μmol/（m2·s），每天光暗时间分别为14 h和10 h，光暗时温度分别为25℃和18℃。

1.2 硒酸盐处理浓度对大豆叶片吸收硒速率影响试验

各处理均取2片新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出后分别放入0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4、1.6 μmol/L Na2SeO4的一系列吸收液（含5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2，pH值5.0，加少量吐溫-20）中。叶片在溶液中吸收3 h后取出，用蒸馏水反复冲洗，用吸水纸吸干后在80℃下杀青，然后在60℃下烘72 h至恒重。

1.3 硒酸盐处理时间对大豆叶片硒吸收速率影响试验

各处理均取2片新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出后分别放入含有5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2、2.0 μmol/L Na2SeO4且pH值为5.0的溶液（加少量吐温-20）中，分别在吸收1、2、3、4、5、6、7、8 h后取出，按上述方法清洗吸干、烘干备用。

1.4 pH值对大豆叶片硒吸收速率影响试验

各处理均取2片新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出后分别放入不同pH值（3.0、4.0、5.0、6.0、7.0和8.0）并含有5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2和2.0 μmol/L Na2SeO4的一系列溶液（加少量吐温-20）中，吸收3 h后取出，按上述方法清洗吸干、烘干备用。

1.5 阴离子对大豆叶片硒吸收速率影响试验

各处理均取2片新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出后分别放入含有5 mmol/L NO-3、5 mmol/L H2PO-4、5 mmol/L HPO2-4 、5 mmol/L SO2-4的一系列硒酸盐（2.0 μmol/L Na2SeO4）溶液（均含有5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2，pH值5.0，加有少量吐温-20）中，吸收3 h 后取出，按上述方法清洗吸干、烘干备用。

1.6 温度对大豆叶片硒吸收速率影响试验

各处理均取2片新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH 值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出后分别放入5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2、2.0 μmol/L Na2SeO4 且pH值5.0溶液（加有少量吐温-20）中，叶片分别10、25、35℃条件下吸收3 h后取出，按上述方法清洗吸干、烘干备用。

1.7 光照对大豆叶片硒吸收速率影响试验

各处理均取2片新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH 值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出后分别放入含有5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2、2.0 μmol/L Na2SeO4且pH 值5.5溶液（加有少量吐温-20）中，在黑暗和光照强度为300 μmol/（m2·s）的光照条件下吸收3 h，取出后按上述方法清洗吸干、烘干备用。

1.8 大豆叶片近轴面和远轴面硒吸收速率差异试验

分别取新剪下的大豆叶片，放入含100 μmol/L CaCl2、pH 值5.0的100 mL无硒溶液中30 min，取出用蒸馏水洗净，将离体叶片的近轴面、远轴面和双面分别在含有5.0 mmol/L MES、0.5 mmol/L Ca（NO3）2、2.0 μmol/L Na2SeO4且pH值5.5的溶液（加有少量吐温-20）中吸收3 h。近轴面和远轴面处理时，将叶片放入小于叶片的培养皿中，叶片正面或反面朝上，形成凹槽，将配制好的溶液倒入凹槽中，吸收3 h后用环刀取下受处理的叶片部分。按上述方法清洗吸干、烘干备用。

1.9 消化处理

所用玻璃器皿预先在10% HCl中浸泡24 h 以清除硒污染。将烘干大豆叶片样品称重后放入100 mL消化管中，接着向各消化管加入5 mL混合酸（HNO3∶ HCl=4∶ 1，V/V），25℃下放置过夜，然后置于150～165℃消化炉中完全消化。冷却后，向每个消化管加入6 mol/L HCl 2.5 mL，将消化液加热至100℃以还原SeO2-4，加热至不再冒棕色烟和溶液变清为止。冷却后，用重蒸水将消化液稀释至25 mL，然后用原子荧光光谱法测定。分析中所用试剂均为优级纯。

茶叶标样[GBW07605（GSV-4），0.072 mg/kg Se]和空白与被测样品同时消化。Se回收率在89%和93%之间[6]。

1.10 数据处理

用Microsoft Excel做图，用SPSS 22.0进行差异显著性分析（P<0.05）。

2 结果与分析

2.1 硒酸盐处理浓度对大豆叶片硒吸收速率的影响

图1显示出大豆叶片在0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4、1.6 μmol/L Na2SeO4的一系列溶液中处理3 h时的硒吸收速率。在0～1.6 μmol/L Na2SeO4浓度范围内，随着处理水平提高，大豆叶片硒酸盐吸收速率直线上升，回归方程为Y=0.8149X+0.2112，R2为0.955，表明叶片硒酸盐吸收速率与溶液中Na2SeO4水平呈现良好的线性关系。

2.2 硒酸盐处理时间对大豆叶片硒吸收速率的影响

图2显示出大豆叶片在2.0 μmol/L Na2SeO4溶液中分别处理1、2、3、4、5、6、7、8 h时的硒吸收速率。在0～8 h范围内，随着硒处理时间延长，大豆叶片硒吸收速率逐渐下降，至5 h时逐渐趋于稳定。可见，在供硒5 h 后，叶片以较低的速率吸收硒酸盐。

2.3 pH 值对大豆叶片硒吸收速率的影響

图3显示出大豆叶片分别在pH值3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0一系列2.0 μmol/L Na2SeO4溶液中处理3 h时的硒吸收速率。pH 值对大豆叶片吸收硒酸盐速率呈现较大影响，3.0～8.0 范围内随着pH值升高，硒酸盐吸收速率直线下降，pH值8.0时达到最低。pH值3.0、4.0时大豆叶片硒吸收速率分别是pH值8.0时的1.79倍和1.42倍。

2.4 不同阴离子对大豆叶片硒吸收速率的影响

图4显示出不同类型阴离子对大豆叶片硒酸盐吸收速率的影响。与对照相比，大豆叶片吸收硒酸盐可被NO-3、SO2-4、HPO2-4和H2PO-4分别抑制49%、58%、60%和53%。SO2-4 是SeO2-4的竞争性离子，但并未更大程度地抑制SeO2-4的吸收。

2.5 光照和温度对大豆叶片硒吸收速率的影响

光照影响叶片气孔开闭，温度影响叶片角质层透性[7]。因此，光照和温度在一定程度上可能影响到叶片对硒酸盐的吸收。图5（A和B）分别显示出光照和温度对叶片硒酸盐吸收速率的影响情况。与黑暗处理相比，光照条件下叶片硒吸收速率提高17%，但并未达到显著水平。温度对大豆叶片吸收硒酸盐影响显示，与对照（25℃）相比，35℃时硒酸盐吸收速率显著提高，而10℃ 时显著降低（P<0.05）。可见，温度对大豆叶片吸收硒酸盐的影响较大。

2.6 大豆叶片近轴面和远轴面硒吸收速率差异

大豆叶片近轴面和远轴面角质层特性存在差异，这种差异可能影响到叶片吸收硒酸盐速率。由图6看出，远轴面吸收硒酸盐速率略高于近轴面。全叶面处理时叶片吸收硒酸盐速率显著高于近轴面和远轴面（P<0.05），分别是近轴面和远轴面的1.50倍和1.36倍。

3 讨论与结论

叶片是植物光合作用的器官。此外，叶片也能吸收少量养分。因此，将化肥等可溶性营养物质配成适当浓度的溶液直接喷洒在叶片表面可以供作物吸收利用。叶面施肥避免养分在土壤中固定和流失，提高养分的利用效率[8，9]。在作物生育后期不利于田间追肥的条件下，尤其适合利用叶面施肥为作物补充营养。叶面施肥被广泛地应用在生产上以提高作物产量、改善其营养品质、提高营养元素含量、增强植物对生物逆境胁迫和非生物逆境胁迫的抗性等作用[10-14]。

叶片表面分布着角质层、气孔和腺毛，养分能通过这些不同的结构进入叶肉细胞[15-17]。叶面喷硒能显著提高籽粒硒含量[18]，推测硒可能通过这些不同的结构进入叶肉细胞。然而大豆叶片横切面显示，叶片吸收锌后并未发现锌在毛状体周围的组织中明显积累，表明大豆腺毛并不是叶片吸收营养物质的主要途径[19]。光照促进气孔张开，与黑暗处理相比，光照处理不能显著促进大豆叶片吸收硒酸盐，表明气孔也不是硒酸盐进入叶肉细胞的主要途径。可见，硒酸盐主要通过角质层进入叶片内部。叶片角质层上的亲水小孔半径为 0.45～1.18 nm[20]，而硒酸盐离子半径为0.042 nm，硒酸盐可能通过这些水孔进入叶片内部。

本研究结果显示，大豆叶片吸收硒酸盐速率随浓度升高而升高，呈现良好的线性关系，表明硒酸盐主要以被动方式通过大豆叶片角质层进入叶肉细胞。提高硒酸盐溶液浓度，硒酸盐吸收速率不断提高，表明硒酸盐透过角质层的动力依赖于浓度梯度形成的驱动力。随着叶片吸收硒酸盐时间延长，吸收速率逐渐下降，在叶片处理5 h 时吸收速率接近最低点。表明叶肉细胞吸收硒酸盐逐渐达到饱和状态，造成角质层内外硒酸盐浓度梯度降低到最低水平。在大田生产中，为了防止喷洒在叶片上的硒溶液变干，一般选择在傍晚喷硒，这样硒溶液可以在叶面上保持长时间的湿润状态，有利于最大限度的吸收。

提高温度显著提高了硒酸盐的吸收速率，表明温度能促进硒酸盐在角质层中扩散。角质层扩散对温度依赖较强[21]。有机物质的渗透速率随着温度升高而增加[7]。温度可能影响到极性途径的转运特性[22]。尽管温度能刺激气孔张开[23]，但是硒酸盐并没有通过气孔大量进入叶片内部，因此，温度通过影响气孔开放提高硒酸盐吸收的程度很小。

硒酸盐透过叶片角质层后，可以通过细胞膜上的硫转运蛋白进入叶肉细胞。本研究发现，NO-3、SO2-4、HPO2-4 和H2PO-4都能抑制硒酸盐吸收。SO2-4是硒酸盐的竞争性离子，但是与NO-3、HPO2-4和H2PO-4相比，SO-4并未更大程度地抑制硒酸盐吸收，表明这些阴离子抑制硒酸盐吸收发生在透过角质层的被动过程中，这种抑制作用是因竞争性吸附引起的。

参 考 文 献：

[1] Schwarz K，Foltz C M. Factor 3 activity of selenium compounds[J].The Journal of Biological Chemistry，1958，233（1）：245-251.

[2] Tan J，Zhu W，Wang W，et al. Selenium in soil and endemic diseases in China [J].Science of the Total Environment，2002，284（1）：227-235.

[3] Rayman M P.The use of high-selenium yeast to raise selenium status：how does it measure up？[J].British Journal of Nutrition，2004，92（4）：557-573.

[4] Combs G F.Selenium in global food systems[J].British Journal of Nutrition，2001，85（5）：517-547.

[5] Rayman M P. Selenium and human health [J]. Lancet，2012，379（9822）：1256-1268.

[6] Zhang L H，Shi W M，Wang X C. Difference in selenite absorption between high- and low-selenium rice cultivars and its mechanism[J].Plant and Soil，2006，282（1）：183-193.

[7] Baur P，Schnherr J.Temperature dependence of the diffusion of organic compounds across plant cuticles[J].Chemosphere，1995，30（7）：1331-1340.

[8] Peirce C A E，McBeath T M，Fernández V，et al. Wheat leaf properties affecting the absorption and subsequent translocation of foliar-applied phosphoric acid fertiliser[J].Plant and Soil，2014，384（1/2）：37-51.

[9] Gooding M J，Davies W P.Foliar urea fertilization of cereals：a review [J].Fertilizer Research，1992，32（2）：209-222.

[10] Zeidan M S，Mohamed M F，Hamouda H A. Effect of foliar fertilization of Fe，Mn and Zn on wheat yield and quality in low sandy soils fertility [J]. World Journal of Agricultural Sciences，2010，6（6）：696-699.

[11] Zoz T，Steiner F，Testa J V P，et al. Foliar fertilization with molybdenum in wheat[J]. Semina：Ciências Agrárias，2012，33（2）：633-638.

[12] Kahraman A.Nutritional value and foliar fertilization in soybean [J].Journal of Elementology，2017，22（1）：55-66.

[13] Esfandiari E，Abdoli M，Mousavi S-B，et al. Impact of foliar zinc application on agronomic traits and grain quality parameters of wheat grown in zinc deficient soil[J].Indian Journal of Plant Physiology，2016，21（3）：263-270.

[14] Pérez-lvarez E P，Garde-Cerdán T，García-Escudero E，et al. Effect of two doses of urea foliar application on leaves and grape nitrogen composition during two vintages[J].Journal of the Science of Food and Agriculture，2017，97（8）：2524-2532.

[15] Eichert T，Goldbach H E.Equivalent pore radii of hydrophilic foliar uptake routes in stomatous and astomatous leaf surfaces-further evidence for a stomatal pathway[J].Physiologia Plantarum，2008，132（4）：491-502.

[16] Eichert T，Kurtz A，Steiner U，et al. Size exclusion limits and lateral heterogeneity of the stomatal foliar uptake pathway for aqueous solutes and water-suspended nanoparticles[J]. Physiologia Plantarum，2008，134（1）：151-160.

[17] Burkhardt J，Basi S，Pariyar S，et al . Stomatal penetration by aqueous solutions-an update involving leaf surface particles[J].New Phytologist，2012，196（3）：774-787.

[18] Deng X F，Liu K Z，Li M F，et al. Difference of selenium uptake and distribution in the plant and selenium form in the grains of rice with foliar spray of selenite or selenate at different stages[J].Field Crops Research，2017，211：165-171.

[19] Li C，Wang P，Lombi E，et al. Absorption of foliar-applied Zn fertilizers by trichomes in soybean and tomato[J].Journal of Experimental Botany，2018，69（10）：2717-2729.

[20] Schonherr J.Characterization of aqueous pores in plant cuticles and permeation of ionic solutes[J]. Journal of Experimental Botany，2006，57（11）：2471-2491.

[21] Buchholz A.Characterization of the diffusion of non-electrolytes across plant cuticles：properties of the lipophilic pathway [J].Journal of Experimental Botany，2006，57（11）：2501-2513.

[22] Riederer M.Thermodynamics of the water permeability of plant cuticles：characterization of the polar pathway[J].Journal of Experimental Botany，2006，57（12）：2937-2942.

[23] Feller U. Stomatal opening at elevated temperature：an underestimated regulatory mechanism[J].General and Applied Plant Physiology，2006，32：19-31.

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